ВІДХОДИ ПРИ ЗБЕРІГАННІ СПАРЖІ ЯК ЦІННЕ ДЖЕРЕЛО ФЕНОЛЬНИХ РЕЧОВИН
Анотація
Відходи плодоовочевої галузі займають переважаючу частку ринку харчових відходів. Враховуючи тенденцію до зацікавленості споживачів у здоровому харчуванні та зростання споживання плодів та овочів, за прогнозами аналітиків, частка цих відходів буде постійно зростати. Тож актуальним є пошук ефективних рішень для використання плодоовочевих відходів для отримання біологічно активних сполук. Відходи при переробці та зберіганні спаржі можуть сягати до 50 %. Найчастіше відходи компостують та використовують у годівлі тварин. Однак, відходи плодоовочевої продукції містять цінні фітонутрієнти на які багаті плоди та овочі. Тож вони можуть бути перспективною сировиною для отримання цінних сполук з високою біологічною активністю та створення продукції з доданою вартістю. Спаржа містить такі фенольні кислоти, флавоноїди інші речовини фенольної природи, що володіють антиоксидантними, антибактеріальними, вітамінними властивостями. Очевидно, що і відходи спаржі багаті на поліфенольні сполуки, що характеризуються високою біологічною цінністю і можуть давати додатковий прибуток. У роботі оцінили вміст фенольних сполук у відходах, що утворються під час товарної обробки спаржі, на етапах підготовки до зберігання та після зберігання. Досліджували спаржу сортів Пріус F1 та Розалі F1. Незважаючи на відмінності у забарвленні, досліджувані сорти спаржі за сумою поліфенольних сполук достовірно не відрізнялись. У відходах спаржі на 20-27% нижча кількість фенольних сполук, ніж в цілих списах. Встановлено, що сума фенольних сполук у відходах спаржі сягає 67,73- 74,77 mg×100g-1FW залежно від сорту. Суттєвих відмінностей у сумі поліфенольних сполук у відходах спаржі, що утворюються при товарній обробці до та після зберігання не зафіксовано. Відходи спаржі обох досліджуваних сортів Пріус F1 та Розалі F1 можуть стати хорошим джерелом для отримання поліфенольних сполук високої біологічної активності.
Посилання
2. Albuquerque B. R., Heleno S. A., Oliveira M. B. P. P., Barros, L. & Ferreira I. C. F. R. Phenolic compounds: Current industrial applications, limitations and future challenges. Food & Function. 2021. Vol.12(1). P. 14–29. https://doi.org/10.1039/D0FO02324H.
3. Durazzo A., Lucarini M., Souto E. B., Cicala C., Caiazzo E., Izzo A. A., Novellino E. & Santini A. Polyphenols: A concise overview on the chemistry, occurrence, and human health. Phytotherapy Research. 2019. Vol. 33(9). P. 2221–2243. https://doi.org/10.1002/ptr.6419.
4. Díaz K. E., Castagnino A. M., Rosini M. B. & Favazzo M. E. Vegetable flour as a strategy for the use and valorization of processed byproducts: asparagus case-Part I: Panorama on the general problem of losses and waste in horticulture, dehydration as a II range agroindustrial alternative, and its benefits–Review. Argentinian Horticulture/Horticultura Argentina. 2022. Vol. 41(104). http://id.caicyt.gov.ar/ark:/s18519342/5mq2vrfvr.
5. Fuentes-Alventosa J. M., Jaramillo-Carmona S., Rodríguez-Gutiérrez G., Guillén-Bejarano R., Jiménez-Araujo A., Fernández-Bolaños, J. & Rodríguez-Arcos R. Preparation of bioactive extracts from asparagus by-product. Food and Bioproducts Processing. 2013. Vol. 91(2). P. 74–82. https://doi.org/10.1016/j.fbp.2012.12.004.
6. Priss O., Hutsol T., Glowacki S., Bulhakov P., Bakhlukova K., Osokina N., Nurek T., Horetska I. & Mykhailova L. Effect of Asparagus Chitosan-Rutin Coating on Losses and Waste Reduction During Storage. Agricultural Engineering. 2024. Vol. 28(1). P. 99–118. https://doi.org/10.2478/agriceng-2024-0008.
7. Rodríguez R., Jaramillo S., Guillen R., Jimenez A., Fernández-Bolaños J. & Heredia A. Cell wall phenolics of white and green asparagus. Journal of the Science of Food and Agriculture. 2005. Vol. 85(6). P. 971–978. https://doi.org/10.1002/jsfa.2053.
8. Kobus-Cisowska J., Szymanowska D., Szczepaniak O. M., Gramza-Michałowska A., Kmiecik D., Kulczyński B., Szulc P. & Górnaś P. Composition of polyphenols of asparagus spears (Asparagus officinalis) and their antioxidant potential. Ciência Rural. 2019. Vol. 49(4). https://doi.org/10.1590/0103-8478cr20180863.
9. Solana M., Boschiero I., Dall’Acqua S. & Bertucco A. A comparison between supercritical fluid and pressurized liquid extraction methods for obtaining phenolic compounds from Asparagus officinalis L. The Journal of Supercritical Fluids. Vol. 100. P. 201–208. https://doi.org/10.1016/j.supflu.2015.02.014.
10. Santiago B., Feijoo G., Moreira M. T. & Gonzalez-Garcia S. (2021). Identifying the sustainability route of asparagus co-product extraction: From waste to bioactive compounds. Food and Bioproducts Processing. 2021. Vol. 129. P. 176–189. https://doi.org/10.1016/j.fbp.2021.08.005.
11. Jiménez-Sánchez C., Lozano-Sánchez J., Rodríguez-Pérez C., Segura-Carretero A. & Fernández-Gutiérrez A. Comprehensive, untargeted, and qualitative RP-HPLC-ESI-QTOF/MS2 metabolite profiling of green asparagus (Asparagus officinalis). Journal of Food Composition and Analysis. 2016. Vol. 46. P. 78–87. https://doi.org/10.1016/j.jfca.2015.11.004.
12. Burdina I. & Priss O. Effect of the Substrate Composition on Yield and Quality of Basil (Ocimum basilicum L.). Journal of Horticultural Research. 2016. Vol. 24(2). P. 109–118. https://doi.org/10.1515/johr-2016-0027.
13. Hutsol T., Priss O., Kiurcheva L., Serdiuk M., Panasiewicz K., Jakubus M., Barabasz W., Furyk-Grabowska K. & Kukharets M. Mint Plants (Mentha) as a Promising Source of Biologically Active Substances to Combat Hidden Hunger. Sustainability (Switzerland). 2023. Vol. 15(15). P. 11648. https://doi.org/10.3390/su151511648.
14. Priss O. & Glowacki S. Strategies for reducing postharvest losses of vegetables through integral assessment of antioxidant status. In O. Priss (Ed.). Food technology progressive solutions. 2024. Ch.1. P. 4–27. https://doi.org/10.21303/978-9916-9850-4-5.
15. Фрукти, овочі та продукти їх переробляння. Методи визначення вмісту поліфенолів: ДСТУ 4373:2005. Київ: Держспоживстандарт України, 2006. 6 с.
16. Kevers C., Falkowski M., Tabart J., Defraigne J.-O., Dommes J. & Pincemail J. Evolution of antioxidant capacity during storage of selected fruits and vegetables. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2007. Vol. 55(21). P. 8596–8603. https://doi.org/10.1021/jf071736j.
17. Toscano S., Ferrante A., Leonardi C. & Romano D. PAL activities in asparagus spears during storage after ammonium sulfate treatments. Postharvest Biology and Technology. 2018. Vol. 140. P. 34–41. https://doi.org/10.1016/j.postharvbio.2018.02.010.
18. Barberis A., Cefola M., Pace B., Azara E., Spissu Y., Serra P. A., Logrieco A. F., D’hallewin G. & Fadda A. Postharvest application of oxalic acid to preserve overall appearance and nutritional quality of fresh-cut green and purple asparagus during cold storage: a combined electrochemical and mass-spectrometry analysis approach. Postharvest Biology and Technology. 2019. Vol. 148(July 2018). P. 158–167. https://doi.org/10.1016/j.postharvbio.2018.10.016.
19. Palma A., Schirra M. & D’Aquino S. Effect of film packaging and storage temperature on physical and chemical changes in fresh-cut green asparagus. Advances in Horticultural Science, 2015. http://digital.casalini.it/3085409.
20. Tian Z., Zhang R., Liu Y., Xu J., Zhu X., Lei T. & Li K. Hemicellulose-based nanocomposites coating delays lignification of green asparagus by introducing AKD as a hydrophobic modifier. Renewable Energy. 2021. Vol. 178. P. 1097–1105. https://doi.org/10.1016/j.renene.2021.06.096.
